La pourriture du collet et des racines représente, avec les cochenilles, la principale cause de pertes dans les collections de cactées et succulentes. Sa particularité redoutable tient à son évolution souvent silencieuse : les symptômes n’apparaissent en surface que lorsque les dégâts internes sont déjà considérables, parfois irréversibles. Un Echinopsis qui paraissait parfaitement sain peut s’effondrer en quelques jours, révélant au dépotage un système racinaire entièrement nécrosé.
Ces maladies sont causées par des agents pathogènes de nature et de comportement très différents, souvent regroupés sous l’appellation commode — mais botaniquement inexacte — de « champignons du sol ». Fusarium, Phytophthora et Pythium appartiennent à des règnes distincts ; les confondre conduit à des erreurs de diagnostic et d’intervention qui aggravent la situation. Cet article vous propose une approche rigoureuse de chacun de ces agents, de leur biologie à leur traitement.
Les agents pathogènes : qui est qui ?
Avant d’aborder chaque organisme en détail, il est utile de clarifier leur position taxonomique, car elle conditionne directement leur sensibilité aux fongicides et leur comportement dans le sol.
Fusarium et Rhizoctonia sont de véritables champignons (règne Fungi), dont la biologie répond aux mêmes règles générales que les moisissures ordinaires.
Phytophthora et Pythium appartiennent quant à eux aux Oomycètes (règne Chromista ou Straminipila selon les classifications récentes), plus proches des algues brunes que des champignons vrais malgré leur apparence filamenteuse. Cette distinction est fondamentale : la majorité des fongicides classiques sont inactifs contre les oomycètes, et inversement.
Fusarium spp. — La fusariose des cactées
Taxonomie et espèces impliquées
Le genre Fusarium Link, 1809, appartient à l’ordre des Hypocreales (Ascomycota). Plusieurs espèces sont impliquées dans les pourritures des cactées :
Fusarium oxysporum Schlechtend. : Fr., 1832 — L’espèce la plus ubiquiste et la plus redoutable. Elle regroupe de nombreuses formae speciales adaptées à des hôtes spécifiques, dont F. oxysporum f. sp. radicis-lycopersici (sur solanacées) et divers pathotypes non formellement décrits sur cactées. Agent de la fusariose vasculaire et des pourritures de collet.
Fusarium solani (Mart.) Sacc., 1881 — Fréquent dans les substrats de culture, il attaque préférentiellement les racines affaiblies. Pathogène opportuniste mais redoutable sur les plantes soumises à un stress hydrique ou thermique.
Fusarium verticillioides (Sacc.) Nirenberg, 1976 — Signalé sur cactées columnaïres et Opuntia en conditions tropicales.
Fusarium proliferatum (T. Matsush.) Nirenberg ex Gerlach & Nirenberg, 1982 — Souvent associé à F. verticillioides, produit des mycotoxines, rarement impliqué en collection amateur mais présent dans les substrats commerciaux contaminés.
Biologie et conditions favorisantes
Fusarium se conserve dans le sol sous forme de chlamydospores, structures de résistance à paroi épaisse pouvant survivre plusieurs années dans un substrat sec ou humide. La contamination s’effectue par le sol, les outils non désinfectés, les boutures et les semences.
Le développement actif est favorisé par des températures comprises entre 20 et 30 °C, un substrat à humidité excessive et une aération insuffisante. Paradoxalement, des cycles alternant sécheresse intense et réhumectation brutale fragilisent les racines et constituent une porte d’entrée idéale pour le pathogène.
Symptômes caractéristiques
La fusariose se manifeste sous deux formes principales :
Forme vasculaire : le mycélium colonise les vaisseaux conducteurs (xylème), provoquant une obstruction progressive. La plante présente un flétrissement unilatéral ou généralisé, sans ramollissement apparent des tissus dans un premier temps. À la coupe transversale de la tige ou du collet, on observe un anneau brun-rougeâtre ou rosé dans les tissus conducteurs — signe pathognomonique de la fusariose vasculaire.
Forme racinaire et collet : pourriture sèche ou molle à la base de la plante, souvent accompagnée d’un mycélium blanc à rose saumon visible sur les tissus atteints. Le collet devient brun, s’affaisse, et la plante se déchausse au moindre contact. En conditions humides, une sporulation rosée à orangée apparaît sur les lésions externes.
Phytophthora spp. — L’ennemi des substrats saturés
Taxonomie et espèces impliquées
Le genre Phytophthora de Bary, 1876, appartient à la classe des Peronosporales (Oomycètes). Son nom signifie littéralement « destructeur de plantes » en grec, et cette réputation est méritée : il est responsable du mildiou de la pomme de terre (P. infestans) qui causa la grande famine irlandaise de 1845.
Phytophthora cactorum (Lebert & Cohn) J. Schröt., 1886 — L’espèce la plus spécifiquement signalée sur cactées. Pathogène agressif responsable de la « pourriture couronne » des cactées globulaires et columnaïres. Présente sur tous les continents.
Phytophthora parasitica Dastur, 1913 (syn. P. nicotianae) — Très polyphage, fréquente dans les substrats de serre, attaque les racines de nombreuses succulentes.
Phytophthora cinnamomi Rands, 1922 — Agent du dépérissement de nombreuses espèces ligneuses, signalé sur des cactées arborescentes (Cereus, Pachycereus) en conditions méditerranéennes chaudes.
Phytophthora cryptogea Pethybr. & Laff., 1919 — Pathogène des cultures en serre, conditions fraîches et humides, moins fréquent sur cactées stricto sensu.
Biologie et conditions favorisantes
La particularité fondamentale de Phytophthora réside dans sa production de zoospores biflagellées, des spores nageurs qui se déplacent activement dans l’eau libre du substrat pour rejoindre les racines hôtes. Ce comportement explique pourquoi les épisodes de pourriture à Phytophthora sont presque systématiquement liés à un engorgement en eau : arrosage excessif, substrat mal drainant, eau stagnante dans les soucoupes.
Les oospores (spores sexuées à paroi épaisse) assurent la survie dans le sol pendant plusieurs années, même en conditions sèches. La température optimale de développement se situe entre 15 et 25 °C, avec une activité possible dès 5 °C — ce qui en fait un pathogène particulièrement dangereux en fin d’hiver sur les collections peu chauffées.
Symptômes caractéristiques
Phytophthora provoque une pourriture molle et aqueuse progressant rapidement depuis le collet ou les racines. Les tissus atteints sont gorgés d’eau, translucides, de couleur brun clair à brun foncé, dégageant une odeur fade légèrement sucrée (distincte de l’odeur putride des bactérioses). La progression peut être foudroyante : une plante peut s’effondrer en 48 à 72 heures en conditions chaudes et humides.
La frontière entre tissus sains et tissus atteints est souvent nette, permettant théoriquement une intervention chirurgicale rapide. Le mycélium est rarement visible à l’œil nu, contrairement à Fusarium ou Rhizoctonia.
Pythium spp. — Le pathogène des semis et des jeunes plants
Taxonomie et espèces impliquées
Le genre Pythium Pringsh., 1858 est un oomycète étroitement apparenté à Phytophthora, au sein de la même famille des Pythiaceae. Sa phylogénie a récemment été révisée, plusieurs espèces ayant été transférées dans les genres Globisporangium Uzuhashi, Tojo & Kakish. et Elongisporangium (Uzuhashi, Tojo & Kakish.) Uzuhashi, Tojo & Kakish., mais la nomenclature traditionnelle reste d’usage courant en phytopathologie pratique.
Pythium aphanidermatum (Edson) Fitzp., 1923 — Agent classique de la fonte des semis en conditions très chaudes (optimum 35-40 °C). Redoutable sur les semis de cactées en été.
Pythium ultimum Trow, 1901 — Espèce ubiquiste, pathogène à large spectre, actif à des températures plus fraîches (optimum 15-20 °C). Fréquent dans les composts et les substrats insuffisamment stérilisés.
Pythium irregulare Buisman, 1927 — Pathogène secondaire opportuniste, souvent associé à P. ultimum dans les pourritures racinaires.
Pythium debaryanum R. Hesse, 1874 — Classiquement impliqué dans la fonte des semis de nombreuses espèces végétales, dont les cactées.
Pythium splendens Braun, 1925 — Fréquent sur cactées en conditions de culture tropicales et subtropicales.
Biologie et conditions favorisantes
Comme Phytophthora, Pythium produit des zoospores mobiles dans l’eau libre. Son mode d’action est similaire mais il atteint préférentiellement les tissus jeunes et tendres : semis, radicelles, jeunes poussées. Il est quasi systématiquement impliqué dans les fontes de semis (damping-off), ce brunissement soudain de la base des jeunes plantules qui les fait s’effondrer.
Pythium est souvent considéré comme un pathogène de faiblesse : il s’installe prioritairement sur les plantes stressées, dans des substrats organiques riches et trop humides, à forte charge microbienne. Les composts non maturés, les mélanges trop tourbeux, et les substrats réutilisés non stérilisés constituent ses réservoirs préférentiels.
Symptômes caractéristiques
Sur semis : fonte de semis préémergence (la graine germe mais le plantule ne sort jamais) ou post-émergence (la jeune plantule s’effondre à quelques jours de la germination, base de la tige brunie et étranglée). Sur plantes adultes : pourriture racinaire progressive, similaire à Phytophthora mais généralement plus lente et moins agressive sur les sujets robustes.
Rhizoctonia solani Kühn, 1858 — Le fil conducteur de la pourriture
Taxonomie
Rhizoctonia solani est la forme asexuée (anamorph) de Thanatephorus cucumeris (A.B. Frank) Donk, 1956, un basidiomycète.
C’est un vrai champignon, contrairement à Phytophthora et Pythium. Il se reproduit essentiellement de façon asexuée par des sclérotes, petites masses mycéliennes compactes brun-rouille, très résistantes dans le sol.
Espèces et anastomosis groups
Rhizoctonia solani est subdivisé en groupes d’anastomose (AG) selon la compatibilité entre souches. Les AG impliqués sur cactées sont principalement AG-2, AG-4 et AG-5, avec des pathotypies variables selon les hôtes.
Rhizoctonia oryzae-sativae et d’autres espèces du genre peuvent être rencontrées occasionnellement, mais Rhizoctonia solani reste de loin l’espèce la plus importante en culture.
Biologie et conditions favorisantes
Rhizoctonia se développe optimalement à 20-28 °C, dans des substrats à humidité modérée à élevée. Son mycélium brun caractéristique croît en toile sur les surfaces des substrats et des racines. Il tolère mieux la sécheresse que Pythium et Phytophthora et peut infecter des plantes dans des substrats relativement bien drainés.
Les sclérotes persistent dans le sol pendant de nombreuses années et constituent la principale source de contamination lors de l’utilisation de terre de jardin non stérilisée dans les mélanges pour cactées.
Symptômes caractéristiques
Rhizoctonia provoque une pourriture sèche du collet et des racines, avec un brunissement ferme des tissus, souvent accompagné du mycélium brun-rouille caractéristique visible à la surface des lésions et du substrat adjacent. La progression est généralement plus lente que chez les oomycètes. On observe parfois un étranglement du collet (« wire stem ») sur les semis, sans pour autant qu’ils s’effondrent immédiatement. Les lésions sont souvent liégeuses en périphérie, sèches au centre.
Diagnostic différentiel
Distinguer ces quatre agents sur la seule observation visuelle est possible avec de l’expérience, mais un diagnostic de certitude requiert une analyse en laboratoire. Le tableau suivant synthétise les principaux critères d’orientation :
| Critère | Fusarium | Phytophthora | Pythium | Rhizoctonia |
|---|---|---|---|---|
| Nature | Champignon vrai | Oomycète | Oomycète | Champignon vrai |
| Texture des lésions | Sèche à molle | Molle, aqueuse | Molle, aqueuse | Sèche, liégeuse |
| Couleur lésions | Brun-rouille, rose | Brun clair à foncé | Brun pâle | Brun-rouille |
| Mycélium visible | Oui (blanc à rose) | Rarement | Rarement | Oui (brun) |
| Odeur | Légère, terreuse | Fade, sucrée | Fade, sucrée | Terreuse |
| Anneau vasculaire | Oui (signe clé) | Non | Non | Non |
| Température préférentielle | 20–30 °C | 15–25 °C | 15–35 °C selon sp. | 20–28 °C |
| Substrat saturé indispensable | Non | Oui | Oui | Non |
| Cibles préférentielles | Toutes cactées | Collet, grosses racines | Semis, radicelles | Collet, racines |
Facteurs prédisposants communs
Quelle que soit l’espèce pathogène, plusieurs facteurs culturaux augmentent considérablement le risque d’infection :
Le substrat inadapté constitue la cause numéro un. Un mélange trop organique, trop compact ou insuffisamment drainant retient l’eau en excès autour des racines, créant les conditions anaérobies propices aux oomycètes et affaiblissant les défenses racinaires des cactées. Un bon substrat pour cactées doit permettre un ressuyage rapide, avec une proportion de 50 à 70 % de matériaux minéraux (pouzzolane, perlite, sable grossier, tuf, pumice).
L’arrosage excessif ou intempestif est la première erreur du jardinier débutant. Les cactées supportent des périodes prolongées de sécheresse mais sont très vulnérables aux excès d’eau, surtout en dehors de la saison de végétation active. Un arrosage en période froide sur un substrat encore humide est une invitation directe à Phytophthora et Pythium.
Les blessures mécaniques — coups lors du rempotage, blessures de greffage non cicatrisées, dégâts de ravageurs (cochenilles, limaces) — constituent des portes d’entrée directes pour Fusarium et Rhizoctonia en particulier.
Le rempotage en substrat contaminé ou la réutilisation de pots non nettoyés propagent les inoculums d’une plante à l’autre.
Les conditions hivernales défavorables — plantes maintenues en dormance mais substrat encore humide, association froid + humidité — représentent le scénario classique des pertes en collection non chauffée.
Méthodes de lutte
Prévention — la priorité absolue
La stratégie de prévention repose sur trois piliers indissociables : un substrat adapté, un arrosage maîtrisé, et une hygiène rigoureuse.
Utilisez systématiquement des pots propres (lavés à l’eau chaude et rincés à l’eau de Javel diluée à 1 %) et un substrat neuf pour chaque rempotage. Évitez toute terre de jardin non stérilisée. En serre, assurez une bonne ventilation pour limiter l’hygrométrie ambiante.
Pendant la période de dormance hivernale (octobre à mars en Europe tempérée), suspendez quasi totalement les arrosages : les cactées en dormance sont à la fois inutiles d’arroser et très vulnérables. Reprenez les arrosages progressivement au printemps, lorsque le substrat est bien sec et que les températures nocturnes dépassent 10 °C.
Intervention chirurgicale — le traitement de première intention
Dès la détection d’une plante atteinte, l’intervention chirurgicale est souvent la seule option efficace, en particulier pour les grandes plantes de collection auxquelles on tient.
Sortez délicatement la plante de son pot. Évaluez l’étendue des dégâts : si plus de 50 à 60 % des racines et du collet sont nécrosés sur une cactée non greffable, les chances de survie sont faibles. Dans le cas contraire, procédez ainsi :
Avec un couteau propre et désinfecté à l’alcool entre chaque coupe, retirez l’intégralité des tissus nécrosés jusqu’à apparaître la chair saine, blanche ou verte selon les espèces. Sur Fusarium, l’anneau vasculaire décoloré doit avoir entièrement disparu dans la coupe finale. Poudrez les plaies avec du charbon de bois actif en poudre (absorbant, léger antifongique naturel) ou du soufre en poudre micronisé (fongicide de contact naturel). Laissez cicatriser à l’air libre, à l’ombre, pendant deux à quatre semaines minimum avant tout rempoter.
Les plantes ayant subi une résection importante doivent être rempotées dans un substrat très minéral et très peu arrosées lors de la reprise.
Agents de biocontrôle
Le biocontrôle connaît un développement important en phytopathologie depuis les années 2000, et plusieurs préparations sont aujourd’hui disponibles pour le jardinier amateur.
Trichoderma harzianum Rifai, 1969 et Trichoderma asperellum Samuels, Lieckf. & Nirenberg, 1999 — Ces champignons mycoparasites antagonistes de Fusarium, Pythium et Rhizoctonia sont disponibles sous forme de poudres mouillables ou de granulés à incorporer au substrat lors du rempotage ou à diluer pour l’arrosage. Ils colonisent la rhizosphère et exercent une action preventive et curative par compétition et parasitisme direct des agents pathogènes. Ils sont également stimulateurs des défenses naturelles des plantes (SDN).
Bacillus subtilis (Ehrenberg) Cohn, 1872 — Bactérie du sol produisant des lipopeptides antifongiques (iturine, fengycine, surfactine) actifs contre Fusarium et Pythium. Disponible sous forme commerciale (Serenade ASO, Rhapsody, Amylo-X), elle est utilisable en prévention ou en traitement précoce par arrosage. Ses AMM en France couvrent diverses cultures ornementales.
Bacillus amyloliquefaciens FZB42 De Cleene et al., 1978 — Agent similaire à Bacillus subtilis, de plus en plus référencé en protection biologique des cultures horticoles.
Gliocladium catenulatum J.C. Gilman & E.V. Abbott (syn. Clonostachys rosea) — Mycoparasite utilisé en lutte biologique contre Botrytis, Fusarium et Pythium, disponible sous le nom commercial Prestop.
Streptomyces lydicus WYEC 108 — Actinobactérie du sol aux propriétés antifongiques larges, disponible sous le nom Actinovate.
Ces agents de biocontrôle sont compatibles entre eux et peuvent être associés aux interventions mécaniques. Ils sont en revanche incompatibles avec l’usage simultané de fongicides de synthèse.
Le cuivre — fongicide naturel autorisé en agriculture biologique
Les préparations cupriques (bouillie bordelaise, hydroxyde de cuivre, oxychlorure de cuivre) présentent une action fongicide et oomycéticide de contact, efficace contre Phytophthora, Pythium et dans une moindre mesure Fusarium. Elles sont autorisées en agriculture biologique mais ne sont pas sans risques environnementaux : le cuivre est un métal lourd qui s’accumule dans les sols, est toxique pour les vers de terre et les organismes aquatiques, et présente une phytotoxicité possible sur les plantes traitées à dose excessive ou en conditions chaudes.
Leur utilisation est conditionnée par une AMM (voir section réglementaire). Les produits à base de cuivre disponibles pour les jardiniers amateurs (mention EAJ) comprennent certaines formulations de bouillie bordelaise.
Mise en garde sur les produits phytosanitaires de synthèse
⚠️ Cadre réglementaire — France et Union européenne
L’utilisation de tout produit phytosanitaire est régie en France par le Code rural et de la pêche maritime (articles L. 253-1 et suivants) et par le règlement européen CE n° 1107/2009 concernant la mise sur le marché des produits phytopharmaceutiques. Aucun produit ne peut être utilisé légalement sans qu’il dispose d’une Autorisation de Mise sur le Marché (AMM) délivrée par l’ANSES, vérifiable sur le portail e-phy (https://ephy.anses.fr/).
Pour les jardiniers amateurs, seuls les produits portant la mention EAJ (Emploi Autorisé en Jardinage amateur) peuvent être utilisés sur des cultures non professionnelles, dans le strict respect des doses, délais et conditions d’application figurant sur l’étiquette officielle.
Fongicides actifs contre Fusarium et Rhizoctonia (champignons vrais)
Les benzimidazoles (thiophanate-méthyle, carbendazime — cette dernière interdite en UE depuis 2009) et les triazoles (tébuconazole, propiconazole, difénoconazole) sont actifs contre Fusarium et Rhizoctonia par inhibition de la biosynthèse des stérols membranaires. Ils présentent un risque de résistance élevé en cas d’applications répétées. La plupart sont classés comme perturbateurs endocriniens suspectés ou avérés. Certains sont toxiques pour les organismes aquatiques et les vertébrés.
Les SDHI (succinate déshydrogénase inhibiteurs : boscalide, fluxapyroxade) ont un large spectre fongicide et sont actifs contre Rhizoctonia en particulier. Leur usage intensif en agriculture a conduit à l’apparition rapide de résistances.
Fongicides actifs contre les Oomycètes (Phytophthora, Pythium)
Les fongicides classiques sont inactifs contre les oomycètes, qui n’ont pas de stérols de type ergostérol dans leurs membranes. Seules des familles chimiques spécifiques sont efficaces :
Les phénylamides (métalaxyl, métalaxyl-M ou mefénoxam) constituent la famille de référence contre Pythium et Phytophthora. Disponibles dans des produits comme Ridomil Gold (métalaxyl-M), ils agissent en inhibant l’ARN polymérase des oomycètes. Des résistances à ces molécules sont documentées dans de nombreuses populations de Phytophthora à l’échelle mondiale. Ils sont peu toxiques pour les mammifères mais présentent un risque de contamination des eaux souterraines important et sont soumis à des restrictions croissantes.
Les phosphonates (phosphonate de potassium, acide phosphoreux) ont une action oomycéticide directe et stimulatrice des défenses naturelles de la plante (phosphonate = éliciteur de défenses). Disponibles en jardinage sous forme de phosphite de potassium, ils présentent un profil toxicologique favorable mais nécessitent des applications régulières.
Risques toxicologiques et écotoxicologiques
Quel que soit le produit envisagé, il convient de rappeler que :
Pour les personnes : les fongicides systémiques exposent l’applicateur à des risques d’absorption cutanée, oculaire et respiratoire. Le port de gants résistants aux produits chimiques, de lunettes de protection et d’un masque filtrant adapté est obligatoire lors de toute manipulation de concentrés. Certains triazoles et SDHI sont classés reprotoxiques de catégorie 2 (suspicion d’effets sur la fertilité ou le développement).
Pour les animaux de compagnie et le bétail : les poudres mouillables et les granulés peuvent être ingérés accidentellement. Certains fongicides (notamment les phénylamides) sont faiblement toxiques pour les mammifères, mais d’autres (triazoles à haute dose) peuvent provoquer des troubles hépatiques. Dans le cadre d’un jardin zoologique ou d’une collection accessible à des animaux, tout traitement chimique impose une mise à l’écart des animaux et le respect de délais de réintroduction.
Pour l’environnement : les fongicides systémiques sont fréquemment retrouvés dans les eaux de percolation et les eaux souterraines. Plusieurs triazoles (tébuconazole, propiconazole) sont classés comme dangereux pour les organismes aquatiques avec des effets à long terme (mention H411). Le métalaxyl présente une mobilité élevée dans les sols et est régulièrement détecté dans les captages d’eau potable européens.
En résumé : dans le cadre d’une collection de cactées en intérieur, en serre privée ou dans un jardin accessible au public, les méthodes chirurgicales, biologiques et cupriques couvrent l’écrasante majorité des situations. Le recours aux fongicides de synthèse ne se justifie que dans des cas exceptionnels — infestation massive en collection professionnelle, valeur patrimoniale exceptionnelle d’un sujet irremplaçable — et toujours sous couvert d’une prescription et d’une AMM en vigueur.
Stratégie d’intervention selon le stade de la maladie
Stade précoce (lésions limitées, moins de 20 % du système racinaire) : résection chirurgicale complète des tissus nécrosés, désinfection des plaies au charbon actif ou soufre, cicatrisation à l’air libre deux à quatre semaines, rempotage dans substrat minéral neuf, application de Trichoderma en prévention.
Stade intermédiaire (30 à 50 % du système racinaire atteint, collet partiellement touché) : intervention chirurgicale plus radicale, évaluation de la viabilité de la plante, option de greffage d’urgence sur porte-greffe sain (Echinopsis ou Selenicereus selon les espèces), soins intensifs post-opératoires.
Stade avancé (plus de 50 % des tissus nécrosés, atteinte des vaisseaux conducteurs sur Fusarium) : dans la majorité des cas, la plante ne peut être sauvée. Destruction du sujet et du substrat contaminé (ne pas composter), décontamination du pot, mise en quarantaine des plantes voisines, inspection systématique de la collection.
Fonte de semis (Pythium) : utilisation systématique de substrats stériles et de pots neufs ou désinfectés, trempage préventif des semences dans une solution de Trichoderma, arrosage par capillarité plutôt que par aspersion, éclairage et ventilation suffisants pour éviter les condensations nocturnes.
Cas particuliers — Espèces à risque élevé
Certaines cactées sont constitutionnellement plus vulnérables aux pourritures racinaires, soit en raison de leur écologie d’origine (espèces des hautes altitudes andines habituées à des substrats très drainants), soit de leur morphologie (collet étroit, peu de racines de réserve).
Les Aztekium Bödeker, les Ariocarpus Scheidw., les Pelecyphora C.Ehrenb., les Strombocactus Britton & Rose et de nombreux Mammillaria Haw. à corps sphérique compact font partie des genres les plus susceptibles. Leur culture est recommandée sur substrat ultra-minéral (70 à 80 % d’inorganique), en pot terracotta non vernissé favorisant l’évaporation, avec une surveillance accrue.
À l’opposé, les cactées columnaïres (Echinopsis, Trichocereus, Cereus, Pachycereus) et les Opuntia sont relativement tolérantes et présentent une capacité de cicatrisation élevée permettant des interventions chirurgicales agressives.
Conclusion
La pourriture du collet et des racines des cactées est une maladie évitable dans la quasi-totalité des cas par une bonne maîtrise des conditions de culture. Substrat minéral, arrosage raisonné, hygiène des outils et des contenants, et observation régulière constituent une protection bien supérieure à n’importe quel traitement chimique curatif. Lorsque la maladie s’installe malgré tout, l’intervention précoce et chirurgicale, complétée par les agents de biocontrôle, offre d’excellentes chances de succès. Le recours aux fongicides de synthèse, soumis à une réglementation stricte et porteurs de risques environnementaux non négligeables, doit rester exceptionnel et documenté.
La connaissance des agents pathogènes en jeu — et notamment la distinction fondamentale entre champignons vrais (Fusarium, Rhizoctonia) et oomycètes (Phytophthora, Pythium) — permet au jardinier éclairé de choisir ses outils avec pertinence et d’agir avec efficacité.
Bibliographie sélective
Agrios, G. N. (2005). — Plant Pathology, 5th edition. Academic Press / Elsevier, Burlington. 922 p.
Erwin, D. C. & Ribeiro, O. K. (1996). — Phytophthora Diseases Worldwide. APS Press, St. Paul. 562 p.
Grünberg, A. (2009). — Krankheiten und Schädlinge der Kakteen, 3. Auflage. Kakteen-Gesellschaft, Berlin.
Leslie, J. F. & Summerell, B. A. (2006). — The Fusarium Laboratory Manual. Blackwell Publishing, Oxford. 388 p.
Parmeter, J. R. (ed.) (1970). — Rhizoctonia solani : Biology and Pathology. University of California Press, Berkeley.
Sneh, B., Burpee, L. & Ogoshi, A. (1991). — Identification of Rhizoctonia Species. APS Press, St. Paul.
Sutton, J. C., Liu, W., Huang, R. & Owen-Going, N. (2006). — Biological control of Pythium and Rhizoctonia on greenhouse crops. Horticultural Science 41 : 38–44.
Vinale, F., Sivasithamparam, K., Ghisalberti, E. L., Marra, R., Woo, S. L. & Lorito, M. (2008). — Trichoderma–plant–pathogen interactions. Soil Biology and Biochemistry 40 : 1–10.
ANSES — Portail e-phy, homologation des produits phytopharmaceutiques : https://ephy.anses.fr/
EPPO (European and Mediterranean Plant Protection Organization) — Base de données sur les organismes nuisibles : https://gd.eppo.int/